ĐÁNH GIÁ TÁC ĐỘNG CỦA CHIẾU XẠ GAMMA ĐẾN SỰ TẠO RỄ BẤT ĐỊNH VÀ TÍCH LŨY HỢP CHẤT CÓ HOẠT TÍNH SINH HỌC Ở CÂY ĐẢNG SÂM (Codonopsis javanica)
DOI:
https://doi.org/10.62985/j.huit_ojs.vol26.no1E.339Từ khóa:
Chiếu xạ, Codonopsis javanica, Co60, đảng sâm, hợp chất, in vitro, rễ bất địnhTóm tắt
Nghiên cứu này nhằm khảo sát tác động của các mức chiếu xạ tia gamma từ nguồn Co⁶⁰ đến tỷ lệ sống, sự tạo rễ bất định và hàm lượng hợp chất có hoạt tính sinh học trong sinh khối rễ của hai loại mẫu nuôi cấy in vitro của cây Codonopsis javanica sau chiếu xạ. Kết quả ghi nhận rằng đối với mẫu lá, khi mức chiếu xạ tăng từ 10 đến 40 Gy, tỷ lệ sống và sự tạo rễ có xu hướng giảm dần; ở mức 40 Gy, toàn bộ mẫu lá bị chết. Mặc dù khả năng tạo rễ giảm, nhưng tại hai mức chiếu xạ 10 Gy và 20 Gy, hàm lượng polysaccharide trong sinh khối rễ tăng khoảng 2,2 lần và polyphenol tăng khoảng 1,4 lần so với mẫu không chiếu xạ. Trong khi đó, hàm lượng saponin tổng số không ghi nhận sự khác biệt đáng kể so với mẫu không chiếu xạ. Đối với mẫu đốt thân, tỷ lệ mẫu sống và sự tạo rễ được ghi nhận lớn hơn 90% ở hai mức chiếu xạ 10 Gy và 20 Gy, với số rễ trên mẫu cao hơn gần 1,6 lần so với đối chứng. Ở mức xử lý 50 Gy, mẫu không cảm ứng tạo rễ. Hàm lượng hai hợp chất polyphenol và polysaccharide tổng số đạt giá trị cao nhất tại mức chiếu xạ 10 Gy, trong khi sự tích lũy saponin tổng số giảm khi liều lượng chiếu xạ gia tăng.
Tài liệu tham khảo
[1] J.Y. He, S. Zhu, K. Komatsu, Y.L. Zhi, M.F. Wei, “The genus Codonopsis (Campanulaceae): a review of phytochemistry, bioactivity and quality control”, Journal Natural Medicines, vol. 69, no. 1, pp. 1–21, 2015, doi: https://doi.org/10.1007/s11418-014-0861-9.
[2] J.Y. He, S. Zhu, and K. Komatsu, “HPLC/UV analysis of polyacetylenes, phenylpropanoid and pyrrolidine alkaloids in medicinally used Codonopsis species”, Phytochemical Analysis, vol. 25, no. 3, pp. 213–219, 2014, doi: https://doi.org/10.1002/pca.2494.
[3] F.R. Yang, Z.M. Li, J.P. Gao, “Separation and structural characterization and anti-tumor effect in vitro of polysaccharides from Radix Codonopsis”, Lishizhen Medicine and Materia Medica Research, vol. 22, pp. 2876–2878, 2011, doi: https://doi.org/10.3390/ph16060895
[4] Võ Văn Chi và Trần Hợp, Cây cỏ có ích ở Việt Nam, tập 2, NXB Giáo dục, tr. 21, 2002.
[5] Đỗ Huy Bích, Cây thuốc và động vật làm thuốc ở Việt Nam, tập 1, NXB Khoa học và Kỹ thuật, Hà Nội, 2006.
[6] K.N. Chen, W.H. Peng, C.W. Hou, C.Y. Chen, H.H. Chen, C.H. Kuo, and M. Korivi, “Codonopsis javanica root extracts attenuate hyperinsulinemia and lipid peroxidation in fructose-fed insulin resistant rats”, Journal of Food and Drug Analysis, vol. 21, no. 4, pp. 347–355, 2013, doi: https://doi.org/10.1016/j.jfda.2013.08.001.
[7] T.C. Định, H.K. Tân, N.V. Lợi, và T.M. Đức, “Đặc điểm sinh thái và phân bố loài đảng sâm (Codonopsis javanica (Blume) Hook. f.) tại huyện Tây Giang, tỉnh Quảng Nam,” Tạp chí Khoa học Đại học Huế: Nông nghiệp và Phát triển nông thôn, vol. 126, no. 3D, pp. 153–164, 2017, doi: https://doi.org/10.26459/hueuni-jard.v126i3D.4159
[8] Ministry of Science and Technology, Vietnam Academy of Science and Technology, Vietnam Red Data Book Part II: Plants, Publishing House for Science and Technology, Ha Noi, 2007.
[9] D.S. Yang, Z.L. Li, X. Wang, Y.P. Yan, W.B. Peng, K.C. Liu, X.L. Li, “Chemical constituents from roots of Campanumoea javanica and their antiangiogenic activities”, Chinese Traditional and Herbal Drugs, vol. 4, pp. 470–475, 2015, doi: https://doi.org/10.7501/j.issn.0253-2670.2015.04.002
[10] N.T.A. Thu, N.T. Quynh, D.K. Hoan, N.D. Thu, N.T.T. Uyen, N.D. Toan, et al., “Octanediol and polyacetylene glycosides from Codonopsis javanica,” Phytochemistry Letters, vol. 53, pp. 189–193, 2023, doi: https://doi.org/10.1016/j.phytol.2022.12.013
[11] J.A. Kim, E.J. Park, and Y.E. Choi, “Induction and proliferation of adventitious roots in Codonopsis spp.”, Korean Journal of Medicinal Crop Science, vol. 20, no. 6, pp. 493–499, 2012, doi: https://doi.org/10.7783/KJMCS.2012.20.6.493.
[12] T.H. Trinh, Q.T. Nguyen, T.H.T. Nguyen, D.G. Do, and T.T. Tran, “Induction and evaluation of secondary metabolite and antioxidant activity in adventitious root of Codonopsis javanica”, Vietnam Journal of Science, Technology and Engineering, vol. 63, no. 4, pp. 11–16, 2021, doi: https://doi.org/10.31276/VJSTE.63(4).11-16.
[13] J.Y. Zhang, T.W. Bae, K.H. Boo, H.J. Sun, I.J. Song, C.H. Pham, M. Ganesan, D.H. Yang, H.G. Kang, S.M. Ko, et al., “Ginsenoside production and morphological characterization of wild ginseng (Panax ginseng Meyer) mutant lines induced by γ-irradiation (60Co) of adventitious roots”, Journal of Ginseng Research, vol. 35, no. 3, pp. 283–293, 2011, doi: https://doi.org/10.5142/jgr.2011.35.3.283
[14] D.P. Fulzele, R. Satdive, S. Kamble, S. Singh, and S. Singh, “Improvement of anticancer drug camptothecin production by gamma irradiation on callus cultures of Nothapodytes foetida,” International Journal of Pharmaceutical Research & Allied Sciences, vol. 4, no. 1, pp. 19–27, 2015.
[15] A. Mariadoss, R. Satdive, D.P. Fulzele, S. Ramamoorthy, H. Zayed, S. Younes, and C. Rajasekaran, “Enhanced production of anthraquinones by gamma-irradiated cell cultures of Rubia cordifolia in a bioreactor,” Industrial Crops and Products, vol. 145, p. 111987, 2020, doi: https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2019.111987.
[16] O. Folin and V. Ciocalteu, “On tyrosine and tryptophane determinations in proteins,” Journal of Biological Chemistry, vol. 73, no. 2, pp. 627–650, 1927.
[17] T. Masuko, A. Minami, N. Iwasaki, T. Majima, S. Nishimura, and Y.C. Lee, “Carbohydrate analysis by a phenol-sulfuric acid method in microplate format,” Analytical Biochemistry, vol. 339, no. 1, pp. 69–72, 2005, doi: https://doi.org/10.1016/j.ab.2004.12.001.
[18] D. Villegas, C. Sepúlveda, and D. Ly, “Use of low-dose gamma radiation to promote the germination and early development in seeds,” in Seed Biology—New Advances, London, U.K.: IntechOpen, 2023, doi: https://doi.org/10.5772/intechopen.1003137.
[19] K.C. Le, T.T. Ho, K.Y. Paek, and S.Y. Park, “Low dose gamma radiation increases the biomass and ginsenoside content of callus and adventitious root cultures of wild ginseng (Panax ginseng Mayer),” Industrial Crops and Products, vol. 130, pp. 16–24, 2019, doi: https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2018.12.056
[20] A.G. Ciocan, C. Maximilian, E.M. Mitoi, R.C. Moldovan, D. Negut, C.A. Luga, et al., “The impact of acute low-dose gamma irradiation on biomass accumulation and secondary metabolites production in Cotinus coggygria Scop. and Fragaria × ananassa Duch. red callus cultures,” Metabolites, vol. 13, no. 8, p. 894, 2023, doi: https://doi.org/10.3390/metabo13080894.
[21] H. Azeez, K. Ibrahim, R. Pop, D. Pamfil, M. Hârţa, and O. Bobiș, “Changes induced by gamma ray irradiation on biomass production and secondary metabolites accumulation in Hypericum triquetrifolium Turra callus cultures,” Industrial Crops and Products, vol. 108, pp. 183–189, 2017, doi: https://doi.org/10.1016/j.indcrop.2017.06.040.
[22] S.A. Khalil, N. Ahmad, and R. Zamir, “Gamma radiation induced variation in growth characteristics and production of bioactive compounds during callogenesis in Stevia rebaudiana (Bert.),” New Negatives in Plant Science, vol. 1, no. 2, pp. 1–5, 2015, doi: https://doi.org/10.1016/j.neps.2015.06.002.
[23] N.A. Hasbullah, R.M. Taha, A. Saleh, and N. Mahmad, “Irradiation effect on in vitro organogenesis, callus growth and plantlet development of Gerbera jamesonii,” Horticultura Brasileira, vol. 30, pp. 252–257, 2012, doi: https://doi.org/10.1590/S0102-05362012000200012.
